МИНОБРНАУКИ
БАЛТИЙСКИЙ ФЕДЕРАЛЬНЫЙ УНИВЕРСИТЕТ
ИМЕНИ ИММАНУИЛА КАНТА
ФАКУЛЬТЕТ БИОЭКОЛОГИИ
МЕТОДЫ СТЕРИЛИЗАЦИИ
Студенток 2-го курса
очной формы обучения
Панкиной А. Н. ,
Волошиной А. Ю.
Калининград
Введение………………………………………………………………………………..3
Методы стерилизации…………………………………………………………….……4
1 Физические методы стерилизации………………………………………….….5
1.1 Прокаливание……………………………………………………....……..5
1.2 Стерилизация сухим жаром……………………………………….……..5
1.3 Стерилизация влажным жаром…………………………………………..5
1.4 Кипячение………………………………………………………………....5
1.5 Стерилизация текучим паром…………………………………………....6
1.6 Автоклавирование………………………………………………………...6
1.7 Дробная стерилизация………………………………………….………....7
1.8 Пастеризация…………………………………………………….………...7
1.9 Тиндализация…………………………………………….………………..7
2 Химические методы стерилизации……………………………….…………….8
2.1 Жидкостныйметод………………………………………….…………….8
2.2 Газовый метод……………………………………………….…………….8
2.3 Плазменный…………………………………………………….………….9
3 Стерилизация ионизирующим излучением……………………………………9
3.1Радиационный метод………………………………………….…………..10
3.2 Ультрафиолетовоеизлучение…………………………………………...10
Введение
Стерилизация - полное освобождение какого-либо предмета от всех видов микроорганизмов, включая бактериии ихспоры,грибы,вирионы, а также отприонного белка, находящихся на поверхностях, оборудовании, в пищевых продуктах и лекарствах. Осуществляетсятермическим, химическим, радиационным, фильтрационным методами.
Этапы стерилизации:
дезинфекция;
предстерилизационная очистка (ПСО);
стерилизация.
Методы стерилизации
1 Физические методы стерилизации
К физическим методам стерилизации относится воздействие высокой температуры на стерилизуемые объекты (тепловая стерилизация), а также воздействие ультрафиолетовым, излучением, токами высокой частоты, ультразвуковыми колебаниями, радиоактивным излучением, инфракрасными лучами, и т. д.
В аптечной практике для стерилизации посуды и лекарств пользуются исключительно способами, основанными на воздействии высоких температур. Ультрафиолетовое облучение находит применение главным образом для обеззараживания воздуха аптечных помещений, тары и поступающих в аптеку рецептов.
Использование высокой температуры для стерилизации основано на необратимой коагуляции протоплазмы, пирогенетическом ее разрушении и на повреждении ферментных систем микробной клетки. Температура и длительность нагревания, необходимые для достижения стерильности, могут изменяться в зависимости от вида микрофлоры и других условий.
Большинство патогенных микроорганизмов погибают при температуре около 60°, но их споры выдерживают значительно более высокую температуру. Текучий пар и кипящая вода убивают микроорганизмы значительно быстрее, но многие споры и в этих условиях сохраняются в течение нескольких часов (особенно в вязких средах). Чистый водяной пар действует сильнее, чем в смеси с воздухом.
Пар под давлением (при температуре выше 100°) убивает микроорганизмы быстрее. Сухой горячий воздух убивает бактерии и их споры при более высокой температуре по сравнению с водяным паром. Выбор метода зависит от свойств стерилизуемого объекта. Выбирая метод стерилизации, стремятся к полной ликвидации живой микрофлоры и спор, сохраняя в то же время в неизменности лекарственное вещество.
Прокаливание
Прокаливание является одним из наиболее надежных видов стерилизации. Осуществляется в муфельных или тигельных печах нагреванием объекта до 500-800° или же его прокаливанием на голом огне. Применяется для стерилизации платиновых игл для шприцев, фарфоровых фильтров и других фарфоровых предметов. Стальные предметы стерилизовать этим способом не рекомендуется, так как они ржавеют и теряют закалку.
Стерилизация сухим жаром
Стерилизуемый объект нагревают в сушильном шкафу при температуре 180° в течение 20-40 мин или при 200° в течение 10-20 мин. Сухим жаром стерилизуют стеклянную и фарфоровую посуду, жиры, вазелин, глицерин, термоустойчивые порошки (каолин, стрептоцид, тальк, кальция сульфат, цинка окись и др.).
В сушильных шкафах нельзя стерилизовать водные растворы в склянках, так как вода при высоких температурах превращается в пар и склянка может быть разорвана.
Стерилизация влажным жаром
При использовании этого способа стерилизации комбинируются воздействие высокой температуры и влажности. Если сухой жар вызывает главным образом пирогенетическое разрушение микроорганизмов, то влажный жар - коагуляцию белка, требующую участия воды.
На практике стерилизация влажным жаром проводится при температуре 50-150° и осуществляется следующими путями.
Кипячение
Этим способом стерилизуют резиновые предметы, хирургический инструментарий, стеклянную посуду. Применять кипячение для стерилизации инъекционных растворов не рекомендуется, так как по эффективности оно значительно уступает стерилизации паром.
Стерилизация текучим паром
Текучим называется насыщенный водяной пар (без примеси воздуха), имеющий давление 760 мм рт. ст. и температуру 100°. Стерилизацию текучим паром осуществляют в паровом стерилизаторе или автоклаве при 100° в течение 15-60 мин в зависимости от объема раствора. Это один из распространенных методов стерилизации инъекционных растворов в аптеках.
Автоклавирование
Стерилизация паром под давлением (автоклавирование). Осуществляется в различной конструкции автоклавах. Автоклав представляет собой герметически закрывающийся сосуд, состоящий из толстостенной стерилизационной камеры и кожуха. На автоклаве имеется предохранительный клапан, обеспечивающий выход пара при избыточном давлении, и манометр. При каждом автоклаве должны быть инструкция по его эксплуатации и уходу, а также паспорт котлонадзора.
Стерилизуемый объект помещают внутрь паровой камеры. Водяную камеру подвергают нагреванию. Вначале автоклав нагревают при открытом кране до тех пор, пока пар не пойдет сильной сплошной струей и не вытеснит находящийся в автоклаве воздух, который значительно снижает теплопроводность водяного пара (при содержании в водяном паре 5%- воздуха она уменьшается на 50%).
Во время нагревания автоклава после закрывания крана необходимо следить за давлением, параллельно с возрастанием которого увеличивается температура пара.
Автоклавирование является наиболее надежным способом стерилизации. Обычно стерилизация в автоклаве производится при 119-121° в течение 5-30 мин в зависимости от объема раствора. Этим гарантируется достаточно полная стерилизация независимо от вида микроорганизма. Таким образом, стерилизуют посуду, бумажные и стеклянные фильтры, инструменты, водные растворы устойчивых к воздействию высокой температуры лекарственных веществ, перевязочный материал.
Дробная стерилизация
При дробной стерилизации объект (обычно водный раствор) нагревают текучим паром при 100° в течение 30 мин, затем раствор выдерживают при комнатной температуре в течение 24 ч, после чего снова стерилизуют в тех же условиях (30 мин при 100°). Описанный цикл повторяют 3-5 раз. При первом нагревании погибают вегетативные формы микроорганизмов, при последующих - вновь появившиеся вегетативные формы. Вследствие длительности этот способ в аптеках применяется редко.
Пастеризация
Однократное нагревание объекта при температуре 60° в течение 1 ч или при температуре 70-80° в течение 30 мин. Позволяет уничтожить вегетативные формы микробов (кроме термофильных), но не споры.
Тиндализация
Тиндализация (дробная пастеризация). При тиндализации объект нагревают при температуре 60-65° по 1 ч ежедневно в течение 5 дней или при 70-80° в течение 3 дней. Это надежный и бережный способ стерилизации термолабильных лекарственных веществ. Однако вследствие длительности он мало пригоден для аптек и в последних почти не используется.
Химические методы стерилизации
Жидкостныйметод
С помощью жидкостной стерилизации обрабатывают изделия, выполненные из термочувствительных материалов. Обработка проводится с помощью специальных химических растворов с использованием камер.
Они представляют собой емкость из нержавеющей стали с крышкой и перфорированной полкой. Инструменты обрабатываются под действием специального раствора, который при необходимости может быть подогрет.
Такие камеры также могут служить для хранения и транспортировки инструмента.
Газовый метод
Газовая стерилизация проводится этиленоксидным и формальдегидным методом. Для нее используются специальные стационарные установки.
Этиленоксидный метод хорошо подходит для обработки пластиковых и полимерных изделий, оптики. Он осуществляется с помощью специальной газовой камеры. Из камеры откачивается воздух, и помещенные в ней предметы подвергаются обработке газом.
Формальдегидный метод больше подходит для дезинфекции, так как формальдегид обладает низкими проникающими характеристиками. Кроме того, температура в камере для обработки должна достигать 80°С.
Главное преимущество газовых методов стерилизации состоит в низкотемпературном режиме процесса, что позволяет обрабатывать инструменты, не допускающие воздействия высокой температуры и влаги.
Газовые стерилизаторы оснащены системой утилизации газа, что делает их безвредными как для человека, так и для окружающей среды. Оборудование оснащено встроенными аэраторами. Стерилизующий агент находится в сменных герметичных картриджах, которые вскрываются только при достижении полной герметичности устройства.
Плазменный
Плазменный метод стерилизации является самым современным и практичным методом, который позволяет обрабатывать любые медицинские изделия и приборы, чувствительные к влаге и температуре. Этот метод основан на создании биоцидной среды с помощью низкотемпературной плазмы и водного раствора перекиси водорода.
При использовании плазменного метода уничтожаются все виды микроорганизмов в любой форме, не образуется токсичных отходов.
Обработка в плазменном стерилизаторе представляет собой сухой процесс, происходит при температуре до 60°С и длится от 35 минут.
Этот метод находит самое широкое применение при обработке оптических систем, изделий из полимерных материалов, электрических инструментов и кабелей, эндоскопов и сопутствующих инструментов, датчиков, имплантатов и других изделий.
Плазменный метод - один из самых актуальных и надежных методов на сегодняшний день.
Стерилизация ионизирующим излучением
Радиационный метод
Радиационный метод или лучевую стерилизацию γ-лучами применяют в специальных установках при промышленной стерилизации однократного применения - полимерных шприцев, систем переливания крови, чашек Петри, пипеток и других хрупких и термолабильных изделий.
Ультрафиолетовое излучение
Ряд лет в фармтехнологии для стерилизации используется ультрафиолетовое (УФ) излучение (длина волны 253,7 нм). Источники УФ-излучения - ртутные кварцевые лампы. Их мощное бактериостатическое действие основано на совпадении спектра испускания лампы и спектра поглощения ДНК микроорганизмов, что может являться причиной их гибели при длительной обработке излучением кварцевых ламп. При недостаточно мощном действии УФ в прокариотической клетке активизируются процессы световой и темновой репарации и клетка может восстановиться. Метод применяется для стерилизации воздуха приточно-вытяжной вентиляции, оборудования в биксах, также для стерилизации дистиллированной воды.
ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИСЕПТИКОВ И ДЕЗИНФЕКТАНТОВ. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ БАКТЕРИЙ К АНТИМИКРОБНЫМ ПРЕПАРАТАМ
Введение. Уничтожение патогенных для человека микробов является одной из важнейших проблем в профилактике и лечении различных заболеваний. Для борьбы с микробами используют методы асептики, антисептики, дезинфекции и антимикробной терапии. Каждый метод имеет свои особые цели и условия применения.
Тема 7.1. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ АНТИМИКРОБНОГО ДЕЙСТВИЯ ХИМИЧЕСКИХ И ФИЗИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ
Введение. Асептика - система мероприятий, предупреждающих внесение (попадание) микроорганизмов из окружающей среды в ткани или полости человеческого организма при лечебных и диагностических манипуляциях, а также в материал для исследования, в питательные среды и культуры микроорганизмов при лабораторных исследованиях. Асептика предусматривает соблюдение особых санитарно-гигиенических правил и приемов работы, а также специальную обработку инструментов, материалов, рук медицинских работников, помещений и т.д. с целью частичного (дезинфекция) или полного (стерилизация) уничтожения микробов.
Антисептика - комплекс лечебно-профилактических мероприятий, направленных на уничтожение микроорганизмов, способных вызвать инфекционный процесс, на поврежденных участках кожи и слизистых оболочек, путем обработки микро-бицидными веществами - антисептиками.
Стерилизация - полное уничтожение микроорганизмов, включая вегетативные формы и споры. Существуют 3 основные группы методов стерилизации: физические, механические и химические. Выбор метода, используемого для решения практической задачи, зависит от стерилизуемого объекта.
Дезинфекция - обеззараживание объектов окружающей среды. В отличие от стерилизации дезинфекция приводит к гибели большинства, но не всех форм микробов и, таким образом, обеспечивает только снижение микробной контаминации (загрязнения), а не полное обеззараживание объекта. Поэтому предметы, подвергшиеся дезинфекции, не являются абсолютно безопасными.
▲ План
▲ Программа
1. Асептика, антисептика и дезинфекция. Антисептики и дезинфектанты.
2. Антимикробное действие физических и химических факторов.
3. Методы стерилизации; аппаратура, используемая для стерилизации.
4. Методы контроля эффективности стерилизации, действия антисептических и дезинфицирующих веществ.
Демонстрация
1. Аппаратура, используемая при стерилизации: автоклав, сушильный шкаф, аппаратура для фильтрации и УФ-облучения.
А Задание студентам
1. Учесть результаты опытов, поставленных с бактериальными тест-объектами для контроля эффективности стерилизации, проведенной путем кипячения и авто-клавирования. Сделать заключение.
2. Определить по готовым посевам антибактериальное действие УФ-лучей на стафилококки и кишечную палочку.
3. Учесть результаты опытов, поставленных для определения антимикробного действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Сделать заключение.
Методические указания
Методы стерилизации
I. Физические методы. Воздействие высоких температур. Высокая температура обладает микробицидным действием благодаря способности вызывать денатурацию важнейших биополимеров, в первую очередь белков.
Стерилизация сухим жаром в сушильно-стерилизационном шкафу (печи Пастера) основана на бактерицидном действии нагретого до 165-170 °С воздуха в течение 45 мин. При более высокой температуре происходит обугливание ватных пробок, бумаги, в которую завернута посуда, а при более низкой температуре требуется большой срок стерилизации. Сухим жаром стерилизуют стеклянную посуду (чашки Петри, пробирки, пипетки и др.).
Автоклавирование - стерилизация перегретым водяным паром (при повышенном давлении) в паровом стерилизаторе (автоклаве). Один из наиболее эффективных методов стерилизации, который широко применяют не только в микробиологической, но и клинической практике. Работа с автоклавом требует точного выполнения специальной инструкции и соблюдения правил безопасности. Максимальную температуру пара измеряют специальным термометром, который помещают в автоклав вместе со стерилизуемым материалом. В некоторых случаях используют химические вещества с определенной температурой плавления: бензонафтол (ПО °С), бензойную кислоту (120 °С). Многие питательные среды, перевязочный материал, белье стерилизуют при давлении 1 атм в течение 15-20 мин, питательные среды с углеводами - при 0,5 атм в течение 15 мин, а обеззараживание инфицированного материала производят при 1,5-2 атм в течение 20-25 мин (табл. 7.1.1).
Таблица 7.1.1. Соотношение между давлением, температурой и продолжительностью стерилизации в паровом стерилизаторе (автоклаве)
0 100 30-60 (дробно) 0,5 111 20-30
1 121 15-20 1,5 127 15-20
Стерилизация текучим паром осуществляется в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Данный способ стерилизации основан на антибактериальном действии пара в отношении вегетативных клеток. Он применяется в тех случаях, когда стерилизуемый материал не выдерживает высокой температуры, например питательные среды с витаминами, углеводами. Для полного обеспложивания применяют принцип дробной стерилизации, т.е. стерилизуют материал при 100 "С (или 80-90 °С) в течение 20-30 мин 3 дня подряд. При этом вегетативные клетки погибают, а споры сохраняются и за 1 сут прорастают. Последующее двукратное прогревание обеспечивает достаточно надежную стерильность материала.
Тиндализация - это дробная стерилизация материалов при 56-58 "С в течение 1 ч 5-6 дней подряд. Применяется для стерилизации легко разрушающихся при высокой температуре веществ (сыворотка крови, витамины и др.).
Прокаливание в пламени спиртовки или газовой горелки при-
Меняют ограниченно, например для стерилизации бактериологических петель, препаровальных игл, пинцетов.
Воздействие ионизирующих излучений. Микроби-цидное действие ионизирующих излучений основано на их способности вызывать повреждения в молекуле ДНК. Для стерилизации одноразовых медицинских инструментов и бактериологического оборудования, чувствительного к термическим воздействиям (пластиковая посуда для культивирования микробов и клеточных культур, пластиковые шприцы, системы переливания крови и т.д.), обычно применяют стерилизацию у-излучением.
И. Механические методы. Основаны на фильтровании через специальные мембранные фильтры с малым размером пор, способные механически задерживать микроорганизмы. В лабораторной практике широко применяют бумажные и полимерные фильтры. Существуют фильтры с порами различных, строго откалиброванных размеров, что позволяет гарантированно очищать материал не только от бактерий, но и вирусов, а при необходимости и от некоторых макромолекул. Фильтрование используют для стерилизации жидких материалов, не выдерживающих нагревания (сыворотка крови, растворы антимикробных препаратов, компоненты питательных сред для бактерий и культур клеток), для получения бактериальных токсинов и других продуктов жизнедеятельности бактерий. Фильтрование является ведущим методом стерилизации воздуха в тех случаях, когда это необходимо. Для этого воздух пропускают через фильтры, пропитанные микробицидными веществами. Такие системы стерилизации применяют, например, в настольных боксах для работы с возбудителями особо опасных инфекций, а также в операционных блоках, родильных отделениях и т.д.
III. Химические методы. Основаны на обработке объекта химическими веществами, обладающими микробицидным действием и способными при соблюдении определенных режимов воздействия обеспечить полное уничтожение микрофлоры. Химическую стерилизацию обычно применяют для обработки различных приборов и инструментов многоразового использования, чувствительных к высоким температурам (фиброопти-ческие приборы, медицинские имплантаты и др.). К стерилизующим агентам относятся окись этилена, перекись водорода, глю-таровый альдегид, пероксиуксусная кислота, двуокись хлора.
Независимо от метода во всех случаях требуется регулярный контроль эффективности процедуры стерилизации. С этой целью используют биологические индикаторы - известные микроорганизмы, наиболее устойчивые к данному способу обработки (например, споры Bacillus stearothermophilus для контроля эффективности автоклавирования, Bacillus subtilis - для контроля сухожаровой стерилизации). Существуют также физико-химические индикаторы - вещества, которые претерпевают види-
мые изменения (изменяют цвет, агрегатное состояние и т.д.) только при соблюдении правильного режима обработки.
Методы дезинфекции
Для дезинфекции применяют физические и химические методы.
I. Физические методы.
Воздействие высоких темпера
тур.
Кипячение. Шприцы, мелкий хирургический инструментарий, предметные и покровные стекла и некоторые другие предметы помещают в стерилизаторы, в которые наливают воду. Для устранения жесткости и повышения температуры кипячения к воде добавляют 1-2 % раствор бикарбоната натрия. Кипячение производят не менее 30 мин. При кипячении некоторые вирусы (например, вирус гепатита В) и споры бактерий сохраняют жизнеспособность.
Пастеризация основана на антибактериальном действии температуры в отношении вегетативных клеток, но не бактериальных спор. Нагревание материала производится при температуре 50-65 "С в течение 5-10 мин с последующим быстрым охлаждением. Обычно пастеризуют напитки и пищевые продукты (вино, пиво, соки, молоко и др.).
Воздействие ионизирующих излучений. Ультрафиолетовое излучение (УФ) с длиной волны 260-300 мкм обладает достаточно выраженным микробицидным действием, однако некоторые виды микробов и споры резистентны к УФ. Поэтому УФ-облучение не способно обеспечить полного уничтожения микрофлоры - стерилизацию объекта. Обработку УФ обычно используют для частичного обеззараживания (дезинфекции) крупных объектов: поверхностей предметов, помещений, воздуха в медицинских учреждениях, микробиологических лабораториях и т.д.
Гамма-излучение обладает выраженным микробицидным действием на большинство микроорганизмов, включая вегетативные формы бактерий и споры большинства видов, грибы, вирусы. Применяют для стерилизации пластиковой посуды и медицинских инструментов одноразового использования. Следует иметь в виду, что обработка гамма-излучением не обеспечивает уничтожения таких инфекционных агентов, как прионы.
II. Химические методы.
Это обработка объекта дезинфектан-
тами - микробицидными химическими веществами. Некото
рые из этих соединений могут оказывать токсическое действие
на организм человека, поэтому их применяют исключительно
Для обработки внешних объектов. В качестве дезинфектантов
обычно используют перекись водорода, хлорсодержащие со
единения (0,1-10 % раствор хлорной извести, 0,5-5 % раствор
хлорамина, 0,1-10
% раствор двутретьеосновной соли гипо-
Хлората кальция - ДТСГК), формальдегид, фенолы (3-5 % раствор фенола, лизола или карболовой кислоты), йодофоры. Выбор дезинфицирующего вещества и его концентрации зависят от материала, подлежащего дезинфекции. Дезинфекция может быть достаточной процедурой для обеззараживания только таких медицинских инструментов, которые не проникают через естественные барьеры организма (ларингоскопы, цистоскопы, системы для искусственной вентиляции легких). Некоторые вещества (борная кислота, мертиолат, глицерин) применяют как консерванты для приготовления лечебных и диагностических сывороток, вакцин и других препаратов.
Методы антисептики
В качестве антисептиков используют только малотоксичные для организма соединения, оказывающие антимикробное действие. Наиболее часто применяют 70 % этиловый спирт, 5 % раствор йода, 0,1 % раствор КМп0 4 , 0,5-1 % спиртовые растворы метиленового синего или бриллиантового зеленого, 0,75-4,0 % раствор хлоргексидина, 1-3 % раствор гексахло-рофена и некоторые другие соединения. Антимикробные вещества добавляют также к материалам, используемым при изготовлении перевязочных средств, лейкопластырей, зубных протезов, пломбировочных материалов и т.п. с целью придания им бактерицидных свойств.
Методы контроля эффективности стерилизации, действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Изучение антибактериального действия высоких температур. В пробирки с питательным бульоном поместить шелковые нити, смоченные смесью спорообразующей (3 пробирки) и неспорообразующей (3 пробирки) культур. По одной пробирке с каждой культурой подвергнуть автоклавированию или кипячению; контрольные пробирки никакому воздействию не подвергать. После обработки все посевы выдержать в термостате при 37 °С в течение 24 ч. Отметить результат поставленного опыта и сделать заключение.
Контроль стерильности перевязочного материала и хирургических инструментов. Проводят посев исследуемых образцов (или смывов с поверхности крупных инструментов) на три среды: сахарный бульон, тиогликолевую среду и жидкую среду Сабуро. Посевы инкубируют в термостате 14 дней. При отсутствии роста во всех посевах материал считают стерильным.
Изучение антибактериального действия УФ-лучей. Суспензию стафилококка или E.coli в изотоническом растворе хлорида натрия в объеме 1 мл поместить на расстоянии 10-20 см от центра лампы. Облученную и необлученную (контроль) суспензии бактерий засеять в питательный бульон и инкубировать
при 37 "С в течение 16-24 ч, после чего оценить результаты: отсутствие помутнения среды связано с гибелью облученной культуры бактерий, в контроле отмечается помутнение, что свидетельствует о наличии роста.
Определение антимикробного действия антисептических и дезинфицирующих средств. 1. Подготовить два вида тест-объектов: а) шелковые нити, смоченные культурой E.coli; б) шелковые нити, смоченные спорообразующей культурой (с большим содержанием спор). Нити поместить в растворы фенола (5 %), лизола (5 %), хлорной извести (10 %) на 5 и 60 мин, после чего отмыть от исследуемых веществ, засеять в питательный бульон и поместить в термостат до следующего дня. Контрольные пробы действию химических веществ не подвергать. Отметить результат поставленного опыта и сделать заключение.
2. Диски из фильтровальной бумаги смочить растворами исследуемых веществ и поместить на поверхность питательного агара в чашке Петри, засеянной (газоном) тест-культурой стафилококка или кишечной палочки. Чашку инкубировать в течение суток при 37 °С. Об антибактериальном действии исследуемых веществ судят по диаметру зон задержки роста бактерий, образующихся вокруг дисков.
Тема 7.2. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИМИКРОБНЫХ ПРЕПАРАТОВ
Введение. Антимикробные препараты (природные и синтетические антибиотики) используются для лечения заболеваний, вызванных микроорганизмами. Для эффективной терапии необходим подбор препарата, обладающего наибольшей активностью по отношению к данному возбудителю инфекции и оказывающего наименьший вред нормальной микрофлоре человека. Широкое распространение бактериальных штаммов, обладающих различной степенью устойчивости ко многим препаратам (полирезистентностью), делает особенно актуальными качественную (метод дисков) и количественную (метод серийных разведений) оценку чувствительности бактерий к лечебным препаратам.
▲ Программа
1. Спектры действия основных групп антимикробных препаратов.
2. Оценка действия на бактерии антимикробных препаратов методом дисков.
3. Определение минимальной ингибирующей концентрации (МИК) антимикробных препаратов методом серийных разведений.
А. Демонстрация
1. Антимикробные препараты различных групп.
2. Стандартные бумажные диски, пропитанные антимикробными препаратами, для определения чувствительности к ним бактерий.
3. Таблицы и схемы антимикробных спектров важнейших групп антибиотиков и механизмы их антибактериального действия.
Задание студентам
1. Поставить опыт по определению чувствительности стафилококков к различным антибиотикам методом дисков.
2. По результатам поставленного опыта определить минимальную ингибирующую концентрацию пенициллина для различных бактериальных культур методом серийных разведений.
Методические указания
Количественное определение чувствительности бактерий к антимикробным препаратам методом серийных разведений.Данный метод применяют для определения минимальной подавляющей концентрации (МП К) - наименьшей концентрации антибиотика, полностью подавляющей рост исследуемых бактерий. Готовят основной раствор антибиотика, содержащий препарат в определенной концентрации (мкг/мл или ЕД/мл) в физиологическом или буферном растворе или в специальном растворителе. Основной раствор используют для приготовления серийных (2-кратных) разведений антибиотика в питательной среде - бульоне (в объеме 1 мл) или агаре. Из исследуемой бактериальной культуры готовят суспензию стандартной плотности и засевают по 0,1 мл на среды с разной концентрацией антибиотика, а также на среду без препарата (контроль культуры). Посевы инкубируют при 37 "С 20-24 ч или более (для медленно растущих бактерий), после чего отмечают результаты опыта по помутнению питательного бульона или появлению видимого роста бактерий на агаре, сравнивая с контролем. Наименьшая концентрация антибиотика, полностью подавляющая рост исследуемой культуры, принимается за МПК.
шую концентрацию препарата, препятствующую развитию ЦПД или накоплению в клетках антигенов возбудителя, принимают за МПК.
Интерпретацию результатов, т.е. оценку клинической чувствительности, осуществляют на основании критериев, приведенных в табл. 7.2.1. К чувствительным относятся штаммы бактерий, рост которых подавляется при концентрациях препарата, обнаруживаемых в сыворотке крови пациента при использовании средних терапевтических доз антибиотиков. К умеренно устойчивым относятся штаммы, для подавления роста которых требуются концентрации, создающиеся в сыворотке крови при введении максимальных лечебных доз препарата. Устойчивыми являются микроорганизмы, рост которых не подавляется препаратом в концентрациях, создаваемых в организме при использовании максимально допустимых доз.
Таблица 7.2.1. Интерпретация результатов определения чувствительности бактерий к антибиотикам методом серийных разведений
| Антибиотик | МПК (мкг/мл) | ||
| чувстви- | промежу- | устой- | |
| тельные | точные | чивые | |
| (S) | (D | (R) | |
| Пенициллины | |||
| Бензилпенициллин: | |||
| для стафилококков | £0,12 | - | >0,25 |
| для других бактерий | <1,5 | >1,5 | |
| Оксациллин | |||
| для Staphylococcus aureus | <2 | - | >4 |
| для других видов стафилококков | <0,25 | - | >0,5 |
| Метициллин | <2 | - | >4 |
| Ампициллин: | |||
| для стафилококков | <0,25 | - | >0,5 |
| для E.coli и других энтеробактерий | <8 | >32 | |
| Карбенициллин: | |||
| для E.coli и других энтеробактерий | <16 | >64 | |
| для Pseudomonas aeruginosa | <128 | >512 | |
| Пиперрациллин | |||
| для E.coli и других энтеробактерий | <16 | >64 | |
| для Pseudomonas aeruginosa | >64 | - | >182 |
| Азлоциллин | <64 | - | >128 |
| Цефалоспорины | |||
| Цефазолин | <8 | >32 | |
| Цефалотин | <8 | >32 | |
| Цефаклор | <8 | >32 | |
| Цефалексин | <8 | >32 | |
| Цефуроксим | <8 | >32 |
Продолжение
промежуточные (D
| Цефамандол | <8 | >32 | ||
| Цефотаксим | <8 | 16-32 | >64 | |
| Цефтриаксон | <8 | 16-32 | >64 | |
| Цефоперазон | <16 | >64 | ||
| Цефтазидим | <8 | >32 | ||
| Цефепим | Новые бета | <8 -лактамы | >32 | |
| Имипенем | <4 | >16 | ||
| Меропенем | <4 | >16 | ||
| Хинолоны | ||||
| Налидиксовая кислота | SI6 | - | >32 | |
| Ципрофлоксацин | <1 | >4 | ||
| Офлоксацин | <2 | >8 | ||
| Норфлоксацин | <4 юзиды | >16 | ||
| Аминогли | ||||
| Канамицин | <16 | >64 | ||
| Гентамицин | <4 | >16 | ||
| Тобрамицин | <4 | >16 | ||
| Амикацин | <16 | >64 | ||
| Нетилмицин | <8 | >32 | ||
| Тетрациклины,макролиды, линкозамиды | ||||
| Тетрациклин | <2 | 4-8 | >16 | |
| Доксициклин | <4 | >16 | ||
| Эритромицин | 50,5 | 1-4 | >8 | |
| Азитромицин | <2 | >8 | ||
| Кларитромицин | <2 | >8 | ||
| Алеандомицин | <2 | >8 | ||
| Линкомицин | <2 | >8 | ||
| Клиндамицин | <0,25 | 0,5 | >1 | |
| Антибиотики других групп | ||||
| Хлорамфеникол (лев | омицетин) | <8 | >32 | |
| Фузидиевая кислота | <2 | 4-8 | >16 | |
| Рифампицин | <2 | >8 | ||
| Полимиксин | <50 ЕД/мл | >50 ЕД/мл | ||
| Ванкомицин | <4 | 8-16 | S32 | |
| Фурадонин | <32 | >128 |
Микротест-системы для определения чувствительности к антимикробным препаратам. Микротест-системы предназначены для быстрого определения клинической чувствительности к антибиотикам бактерий определенных видов или родственных групп. Тестируемые препараты в стандартных концентрациях находятся в лунках готовых пластиковых планшетов. Определяют чувствительность исследуемой культуры к двум концентрациям каждого антибиотика: средней терапевтической и максимальной. Материал из изолированной колонии с помощью мерной бактериологической петли (объем 1 мкл) вносят в 5 мл стандартной питательной среды, содержащей индикатор, и готовят суспензию. Готовую бактериальную суспензию разливают в лунки планшета по 0,1 мл и инкубируют при оптимальных для данного вида бактерий условиях температуры и газового состава среды. О росте бактерий судят по изменению цвета индикатора, что позволяет существенно сократить сроки исследования. Если бактерии сохраняют жизнеспособность в присутствии антибиотика, выделение продуктов метаболизма приводит к изменению цвета индикатора. Отсутствие изменения цвета свидетельствует о полном подавлении жизнедеятельности микроба. Результаты определяют через 4 ч инкубации с помощью спектрофотометра.
Определение клинической чувствительности бактерий к антимикробным препаратам методом дисков (диффузионный тест). Метод основан на подавлении роста бактерий на плотной питательной среде под действием антибиотика, содержащегося в бумажном диске. В результате диффузии препарата в агар вокруг диска образуется градиент концентрации антибиотика. Размер зоны подавления роста зависит от чувствительности бактерии и свойств препарата (в частности, скорости диффузии в агаре). Для определения чувствительности в клинической практике применяют готовые стандартные диски со строго определенным содержанием антибиотиков. Содержание препарата определяется исходя из терапевтических концентраций каждого антибиотика и средних значений МПК для патогенных бактерий. Название препарата и его количество обозначено на каждом диске. Для определения чувствительности из исследуемой бактериальной культуры готовят взвесь, содержащую стандартное количество жизнеспособных клеток, и засевают газоном в чашки Петри (диаметр 100 мм) на среды Мюллера-Хинтон или АГВ (специальные среды, не препятствующие диффузии антимикробных веществ и не оказывающие на них негативного воздействия). Диски на засеянную поверхность накладывают с помощью аппликатора на расстоянии 2,5 см от центра чашки по кругу (рис. 7.2.1). На чашку помещают не более 5 дисков. Посевы инкубируют 18-20 ч при 35 С. При корректном выполнении процедуры на фоне равномерного бактериального газона вокруг дисков образуются
Зоны подавления роста, имеющие круглую форму. Учет результатов осуществляют путем измерения диаметра зоны подавления роста. За зону, подлежащую измерению, принимают тот участок, на котором рост бактерий отсутствует полностью. Интерпретацию полученных результатов (вывод о чувствительности) осуществляют на основании критериев, приведенных в табл. 7.2.2.
Таблица 7.2.2. Интерпретация результатов определения чувствительности бактерий к антибиотикам методом дисков (на среде АГВ)
Пенициллины
| Бензилпенициллин: | ||||
| при испытании стафилококков | £20 | 21- | -28 | >29 |
| при испытании других бактерий | £10 | 11- | -16 | £17 |
| Ампициллин: | ||||
| при испытании стафилококков | <20 | 21- | -28 | £29 |
| при испытании грамотрицатель- | ||||
| ных бактерий и энтерококков | <9 | 10- | -13 | >14 |
| Карбенициллин (25 мкг) | £14 | 15- | -18 | >19 |
| Карбенициллин (100 мкг) при | ||||
| испытании P. aeruginosa | £11 | 12- | -14 | £15 |
| Метициллин | £13 | 14- | -18 | >19 |
| Оксациллин (10 мкг) | $15 | 16- | -19 | £20 |
| Азлоциллин (для P.aeruginosa) | £13 | 14- | -16 | £16 |
| Пиперациллин (для P.aeruginosa) | <17 | >18 | ||
| Азтреонам | <15 | 16- | -21 | £22 |
Цефалоспорины
Продолжение
| Антибиотик | Диаметр | зоны задержки роста | |
| (мм) | |||
| чувстви- | промежу- | устой- | |
| тельные | точные | чивые | |
| (S) | (D | (R) | |
| Новые бета-лактамы | |||
| Имипенем* <13 | 14-15 | >16 | |
| Меропенем* <13 | 14-15 | >16 | |
| Хинолоны | |||
| Ципрофлоксацин <15 | 16-20 | >21 | |
| Офлоксацин <12 | 13-16 | >17 | |
| Налидиксовая кислота* <12 | 13-17 | >18 | |
| Аминогликозиды | |||
| Стрептомицин <16 | 17-19 | >20 | |
| Канамицин <14 | 15-18 | >19 | |
| Гентамицин £15 | - | >16 | |
| Сизомицин <15 | - | >16 | |
| Тобрамицин <14 | - | >15 | |
| Амикацин <14 | 15-16 | >17 | |
| Нетилмицин <12 | 13-14 | >15 | |
| Тетрациклины, макролиды, линкозамиды | |||
| Тетрациклин <16 | 17-20 | >22 | |
| Доксициклин <15 | 16-19 | >20 | |
| Эритромицин <17 | 18-21 | >22 | |
| Азитромицин <13 | 14-17 | >18 | |
| Рокситромицин* <14 | 15-18 | >19 | |
| Кларитромицин* £13 | 14-17 | >18 | |
| Линкомицин <19 | 20-23 | £24 | |
| Клиндамицин £14 | 15-20 | >21 | |
| Олеандомицин £16 | 17-20 | >21 | |
| Антибиотики других групп | |||
| Хлорамфеникол <15 | 16-18 | >19 | |
| Фузидиевая кислота <16 | 17-20 | >21 | |
| Рифампицин <12 | 13-15 | >16 | |
| Полимиксин <11 | 12-14 | >15 | |
| Ванкомицин: | |||
| для стафилококков <11 | - | >12 | |
| для энтерококков <14 | 15-16 | >17 | |
| Ристомицин <9 | 10-11 | >12 | |
| Фурадонин £15 | 16-18 | >19 | |
| Фурагин £15 | 16-18 | >19 |
*Предварительные данные.
Применение метода дисков имеет ряд ограничений. Метод пригоден только для определения чувствительности быстрорастущих бактерий, образующих в течение 24 ч гомогенный газон на стандартной плотной питательной среде достаточно простого состава (Мюллера-Хинтон или АГВ), не содержащей веществ, способных снижать активность антибиотиков или препятствовать их диффузии. В противном случае полученная информация будет недостоверной.
Таким образом, метод дисков не может быть использован для определения чувствительности к антибиотикам всех медленно растущих и большинства прихотливых бактерий, к числу которых относятся многие возбудители болезней человека (Mycobacterium spp., Helicobacter spp., Bacteroides spp., Prevotella spp., Brucella spp., Mycoplasma spp. и многие другие). При определении чувствительности некоторых прихотливых бактерий, для которых разработаны стандартные тесты {Haemophilus spp., Neisseria spp., определенные виды стрептококков), следует использовать специальные питательные среды и дополнительные критерии при интерпретации полученных результатов.
Метод дисков не дает надежных результатов также при определении чувствительности бактерий к препаратам, плохо диффундирующим в агар, например, полипептидным антибиотикам (полимиксин, ристомицин).
Количественное определение чувствительности бактерий к антимикробным препаратам с помощью Е-теста. Е-тест представляет собой вариант диффузионного метода, позволяющий определять МПК антибиотика. Вместо дисков используют стандартные полимерные полоски, приготовленные по специальной технологии (АВ BIODISK) и содержащие иммобилизованные антимикробные препараты, нанесенные в виде непрерывного градиента концентрации. На другой стороне полоски
Таблица 7.2.3. Определение МПК антимикробных препаратов методом серийных разведений
Е-теста нанесена шкала значений МПК. При помещении полоски на поверхность агара регулируемый процесс диффузии обеспечивает создание в питательной среде вокруг полоски стабильного градиента концентрации препарата, соответствующего шкале. Процедура определения чувствительности с помощью Е-теста осуществляется аналогично тестированию методом дисков. После инкубации посева вокруг полоски образуется зона задержки роста, имеющая форму эллипса. Значение МПК соответствует месту пересечения эллипсовидной зоны с полоской Е-теста. Для интерпретации результатов (оценки клинической чувствительности) используют стандартные критерии (табл. 7.2.3).
ЭКОЛОГИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ
Введение. Экология микроорганизмов является разделом общей микробиологии и изучает взаимоотношения микро- и макроорганизмов, совместно обитающих в определенных биотопах. В естественных средах обитания (почве, воде, воздухе, живых организмах) микробы входят в состав различных биоценозов. Экология микробов, вызывающих заболевания человека, определяется их способностью выживать во внешней среде, менять хозяев, сохраняться в организме хозяина на фоне действия иммунной системы, а также связана со способами их распространения, передачи и рядом других факторов. Оценка ряда экологических условий является одной из главных задач санитарной микробиологии.
Санитарно-бактериологические исследования лежат в основе практической работы санитарных врачей и эпидемиологов при санитарно-гигиенической оценке объектов окружающей среды, пищевых продуктов, напитков и т.д. и играют ведущую роль в профилактике инфекционных болезней. Важным объектом изучения медицинской микробиологии является нормальная микрофлора организма человека, которая включает микробы, обитающие на кожных покровах, слизистых оболочках различных органов (полости рта, зева, носоглотки, верхних участков дыхательных путей, кишечника, особенно толстой кишки, и т.д.). Одни из них являются постоянными (облигат-ными) обитателями организма человека, другие - временными (факультативными или транзиторными). Нормальная микрофлора - это жизненно важная система организма, которая обеспечивает защиту от многих патогенных микробов, созревание и стимуляцию иммунной системы, продукцию ряда витаминов и ферментов, участвующих в пищеварении, и др.
Качественный и количественный состав микрофлоры человека меняется в течение жизни и зависит от пола, возраста, характера питания и др. Кроме того, колебания в составе микрофлоры человека могут быть обусловлены возникновением заболеваний и применением лекарственных препаратов, прежде всего антибиотиков и иммуномодуляторов. Оценка качественного и количественного состава микрофлоры организма человека по определенным показателям позволяет выявить его нарушение (дисбактериоз) и связанные с ним последствия.
Тема 8.1. МИКРОФЛОРА ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ. МЕТОДЫ САНИТАРНО-БАКТЕРИОЛОГИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ
ж Программа
1. Микрофлора воды, воздуха и почвы.
2. Санитарно-показательные микроорганизмы и их значение.
3. Методы определения коли-индекса, коли-титра и микробного числа воды.
4. Методы определения микробного числа воздуха.
5. Методы определения перфрингенс-титра, коли-титра и микробного числа почвы.
А Демонстрация
1. Санитарно-бактериологическое исследование воды методом мембранных фильтров.
2. Санитарно-бактериологическое исследование воздуха. Аппарат Кротова. Рост микроорганизмов на МПА в чашке Петри. Рост гемолитических стрептококков на кровяном агаре.
3. Санитарно-бактериологическое исследование почвы. Рост Proteus vulgaris (по Шукевичу).
а Задание студентам
1. Провести оценку санитарно-бактериологического состояния воды по результатам определения микробного числа, коли-индекса и коли-титра.
2. Провести оценку санитарно-бактериологического состояния воздуха по результатам определения микробного числа.
3. Провести оценку санитарно-бактериологического состояния почвы по результатам определения микробного числа, коли-титра, перфрингенс-титра и титра термофильных бактерий.
4. Сделать посев смыва с кожи рук на глюкозопептон-ную среду.
▲ Методические указания
Микробиологические методы исследования окружающей среды
Для оценки санитарно-гигиенического состояния различных объектов окружающей среды, воды, пищевых продуктов и др. проводят санитарно-бактериологические исследования, целевое назначение которых состоит в определении эпидемической опасности. Однако прямое обнаружение патогенных микробов связано с рядом трудностей, обусловленных прежде всего низкой концентрацией данных микробов, которые, как правило, не могут размножаться в воздухе, воде, почве. Поэтому в санитарно-микробиологической практике применяют косвенные методы, основанные на определении общей микробной обсемененности того или другого объекта и на обнаружении в нем так называемых санитарно-показателъных бактерий (табл. 8.1.1).
Таблица 8.1.1. Санитарно-показательные бактерии окружающей среды и пищевых продуктов
| Объект | Характер загрязнения | Санитарно-показательные бактерии |
| Вода | Фекальное | Бактерии группы кишечных палочек Escherichia coli, Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes, Enterococ-cus faecalis |
| Почва | То же | Те же бактерии и клостридии {Clostridium perfringens, CI. sporo-genes и др.) |
| Промышленно-быто- | Термофильные бактерии, Proteus | |
| вые (разлагающиеся отбросы) | vulgaris | |
| Пищевые | Фекальное | |
| продукты | лочек S. faecalis, P. vulgaris | |
| Орально-капельное | Staphylococcus aureus | |
| Предметы | Фекальное | Бактерии группы кишечных па- |
| обихода | лочек, P. vulgaris, E. faecalis | |
| Орально-капельное | S. aureus | |
| Воздух | То же | S. aureus, S. pyogenes |
| Вода, | Промышленное | Производственные штаммы мик- |
| почва, | робов | |
| воздух |
Санитарно-показательными микробами, свидетельствующими о фекальном загрязнении окружающей среды, являются бактерии группы кишечной палочки (БГКП). Они принадлежат к разным родам семейства Enterobacteriaceae. Дифференциально-диагностические признаки БГКП представлены в табл. 8.1.2. Обнаружение E.coli в каких-либо объектах окружающей среды или пищевых продуктах считается наиболее достоверным показателем свежего фекального загрязнения. Наличие бактерий родов Citrobacter и Enterobacter указывает на относительно давнее фекальное загрязнение. Присутствие Clostridium perfrin-gens, С. sporogens и других клостридий в почве свидетельствует о ее фекальном загрязнении, причем как свежем, так и давнем, поскольку эти бактерии образуют споры, что позволяет им длительно сохраняться в окружающей среде (в частности, в почве). Обнаружение в объектах окружающей среды Enterococ-cusfaecalis также свидетельствует об их фекальном загрязнении. К группе термофильных бактерий относятся неродственные бактерии, представители различных семейств, способных размножаться при температуре 60 °С и выше {Lactobacillus lactis, Streptococcus thermophilus и др.). Они не являются постоянными обитателями кишечника человека и не служат критериями фекального загрязнения окружающей среды. Резкое увеличение количества этих бактерий может свидетельствовать о загрязнении почвы разлагающимися отбросами, поскольку они размножаются в саморазогревающемся навозе и компостах.
Таблица 8.1.2. Дифференциально-диагностические признаки БГКП
Escherichia Смесь + - +
coli кислот
Citrobacter То же + - р + +
freundii
Enterobacter Бутан- - + - + +
aerogenes диол
Условные обозначения: (+) - положительная реакция, (-) - отрицательная реакция, р - различные реакции.
Бактерии, принадлежащие к роду Proteus {P.vulgaris и др.) семейства Enterobacterceae, широко распространены в природе. Эти гнилостные бактерии в большом количестве встречаются на разлагающихся останках животных и растений. Обнаружение этих бактерий в каких-либо пищевых продуктах свидетельствует о гнилостном распаде.
Гемолитические стрептококки (S.pyogenes), являясь транзитными обитателями носоглотки и зева, выделяются с капельками слизи воздушно-капельным путем. Сроки выживания гемолитических стрептококков в окружающей среде практически не отличаются от сроков, характерных для большинства других возбудителей воздушно-капельных инфекций. Обнаружение гемолитических стрептококков в воздухе помещений указывает на возможное его загрязнение микробами, содержащимися в зеве, носоглотке, верхних дыхательных путях человека и являющимися возбудителями воздушно-капельных инфекций. Staphylococcus aureus является факультативным обитателем носоглотки, зева, а также кожных покровов человека. Его присутствие в воздухе помещений или на находящихся там предметах является показателем воздушно-капельного загрязнения. Одновременное обнаружение золотистого стафилококка и гемолитических стрептококков свидетельствует о высокой степени загрязнения воздуха.
Санитарно-бактериологическое исследование воды
Определение микробного числа воды. Водопроводную воду засевают в объеме 1 мл, воду открытых водоемов - в объемах 1,0; 0,1 и 0,01 мл. Все пробы вносят в стерильные чашки Петри, после чего их заливают 10-12 мл расплавленного и остуженного до 45-50 °С питательного агара, который тща-
Тельно перемешивают с водой. Посевы инкубируют при 37 °С в течение 1-2 сут. Воду из открытых водоемов засевают параллельно на две серии чашек, одну из которых инкубируют при 37 °С в течение 1 сут, а другую - 2 сут при 20 °С. Затем подсчитывают количество выросших на поверхности и в глубине среды колоний и вычисляют микробное число воды - количество микроорганизмов в 1 мл.
Определение коли-титра и коли-индекса воды. Коли-титр воды - минимальное количество воды (мл), в котором обнаруживаются БГКП. Коли-индекс - количество БГКП в 1 л воды. Эти показатели определяют титрационным (бродильным) методом или методом мембранных фильтров.
Метод титрования. Производят посев различных объемов воды в глюкозопептонную среду (1 % пептонная вода, 0,5 % раствор глюкозы, 0,5 % раствор хлорида натрия, индикатор Андреде и поплавок), причем для посевов больших количеств (100 и 10 мл) используют концентрированную среду, содержащую 10-кратные количества указанных веществ.
Воду открытых поверхностных водоемов исследуют в объемах 100; 10; 1,0 и 0,1 мл. Для исследования водопроводной воды делают посевы трех объемов по 100 мл, трех объемов по 10 мл и трех объемов по 1 мл. Посевы инкубируют в течение 1 сут при 37 °С. О брожении судят по наличию пузырьков газа в поплавке. Из забродивших или помутневших проб производят посевы на среду Эндо. Из выросших колоний делают мазки, окрашивают по методу Грама и ставят оксидазный тест, позволяющий дифференцировать бактерии родов Escherichia, Citrobacter и Enterobacter от грамотрицательных бактерий семейства Pseudomonadaceae и других оксидазоположительных бактерий, обитающих в воде. С этой целью стеклянной палочкой снимают 2-3 изолированные колонии с поверхности среды, наносят штрихом на фильтровальную бумагу, смоченную ди-метил-п-фенилендиамином. При отрицательном оксидазном тесте цвет бумаги не изменяется, при положительном она окрашивается в синий цвет в течение 1 мин. Грамотрицатель-ные палочки, не образующие оксидазу, вновь исследуют в бродильном тесте - вносят в полужидкий питательный агар с 0,5 % раствором глюкозы и инкубируют при 37 °С в течение 1 сут. При положительном результате определяют коли-титр и коли-индекс по статистической табл. 8.1.3.
Метод мембранных фильтров. Мембранный фильтр № 3 помещают в воронку Зейтца, вмонтированную в колбу Бунзена, которая присоединяется к вакуумному насосу. Мембранные фильтры предварительно стерилизуют кипячением в дистиллированной воде. Воду из водопроводной сети и воду артезианских скважин фильтруют в объеме 333 мл. Чистую воду открытого водоема фильтруют в объеме 100, 10, 1,0 и 0,1 мл, более загрязненную перед фильтрованием разводят стерильной
Таблица 8.1.3. Определение индекса бактерий группы кишечных палочек при исследовании воды
Коли-титр
из 3 объемов по 100 мл
водой. Затем фильтры помещают на поверхность среды Эндо в чашки Петри и после инкубации при 37 °С в течение 1 сут подсчитывают количество выросших колоний, типичных для БГКП. Из 2-3 колоний красного цвета готовят мазки, окрашивают по методу Грама и определяют оксидазную активность. Для этого фильтр с выросшими на нем колониями бактерий переносят пинцетом, не переворачивая, на кружок фильтровальной бумаги, смоченной диметил-п-фенилендиамином. При наличии оксидазы индикатор окрашивает колонию в синий цвет. 2-3 колонии, не изменившие первоначальную окраску, засевают в полужидкую среду с 0,5 % раствором глюкозы. Посевы инкубируют в течение суток при 37 °С. При наличии газообразования подсчитывают число красных колоний на фильтре и определяют коли-индекс. Нормативные показатели для питьевой воды приведены в табл. 8.1.4.
Таблица 8.1.4. Нормативы для питьевой воды (ГОСТ 2874-82)
| Норматив |
Показатель
Число микробов в 1 мл воды, не более 100
Число бактерий группы кишечных палочек в 1 л воды 3
(коли-индекс), не более
Для определения титра Enterococcus faecalis готовят 10-кратные разведения воды. Цельную воду и ее разведения в объеме 1 мл засевают в одну из жидких элективных сред (КФ, поли-
Миксиновая и др.), инкубируют при 37 "С в течение 2 сут, через 24 и 48 ч производят высевы на плотные элективно-дифференциальные среды: агар КФ, агар ТТХ (среда с трифенилтетра-золий-хлоридом), полимиксинтеллуритный агар. Идентифицируют стрептококки по виду колоний, морфологии клеток и окраске по методу Грама. На среде с ТТХ стрептококки образуют колонии темно-красного цвета, на агаре с теллуритом - черного цвета.
Состав сред. Среда КФ:2% питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 2 % лактозы, 0,4 % азида натрия, 0,06 % карбоната натрия, индикатор бромкрезоловый красный.
Полимиксиновая среда: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, полимиксин М 200 ЕД/мл, индикатор бромтимоловый синий.
Полимиксинтеллуритный агар: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристаллический фиолетовый 1:800 000, полимиксин М 200 ЕД/мл, 0,01 % теллурита калия.
Агар трифенилтетразолий-хлорид (ТТХ): 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристаллический фиолетовый 1:800 000, 0,01 % ТТХ.
При определении индекса E.faecalis пользуются статистическими таблицами, применяемыми при установлении коли-ин-декса. Кроме того, с этой целью используют метод мембранных фильтров. Для обнаружения патогенных бактерий воду пропускают через мембранные фильтры, которые затем помещают в жидкие элективные среды или на поверхность плотных дифференциально-диагностических сред.
Санитарно-бактериологическое исследование воздуха
Определение микробного числа воздуха. Количественные микробиологические методы исследования воздуха основаны на принципах осаждения (седиментации), аспирации или фильтрации.
Седиментационный метод. Две чашки Петри с питательным агаром оставляют открытыми в течение 60 мин, после чего посевы инкубируют в термостате при 37 "С. Результаты оценивают по суммарному числу колоний, выросших на обеих чашках: при наличии менее 250 колоний воздух считается чистым; 250-500 колоний свидетельствует о загрязнении средней степени, при количестве колоний более 500 - загрязненным.
Аспирационный метод. Это более точный количественный метод определения микробного числа воздуха. Посев воздуха осуществляют с помощью приборов. Аппарат Кротова (рис. 8.1.1) устроен таким образом, что воздух с заданной скоростью засасывается через узкую щель плексигласовой пластины, закрывающей чашку Петри с питательным агаром.
Рис.8.1.1. Аппарат Кротова для бактериологического исследования
При этом частицы аэрозоля с содержащимися на них микроорганизмами равномерно фиксируются на всей поверхности среды благодаря постоянному вращению чашки под входной щелью. После инкубации посева в термостате проводят расчет микробного числа по формуле:
а х 1000 х ~ у
где а - количество выросших на чашке колоний; V - объем пропущенного через прибор воздуха, дм 3 ; 1000 - стандартный объем воздуха, дм 3 .
При определении микробного числа воздуха используют питательный агар для выделения гемолитических стрептококков - кровяной агар с добавлением генцианового фиолетового с последующим контрольным микроскопированием и выборочным пересевом подозрительных колоний на кровяной агар.
Состав сред. Кровяной агар с генциановым фиолетовым: 2 % питательного агара, 5-10 % дефибринированной крови лошади, кролика или барана, генциановый фиолетовый (1:50 000).
Желточно-солевой агар (ЖСА): 2 % питательного ага-ра, 10 % хлорида натрия, 20 % (по объему) желточной взвеси (1 желток куриного яйца на 200 мл изотонического раствора хлорида натрия).
Для исследования воздуха могут применяться и другие приборы (Дьякова, Речменского, Киктенко, ПАБ-1 - пробоотбор-
Ник аэрозольный бактериологический, ПОВ-1 - прибор для отбора воздуха), с помощью которых определенный объем воздуха пропускают через жидкости или фильтры, а затем делают мерные посевы на питательные среды. Использование ПАБ-1 и ПОВ-1 позволяет исследовать большие объемы воздуха и обнаруживать патогенные бактерии и вирусы.
При исследовании воздуха стационаров (хирургических, аку-шерско-гинекологических и др.) осуществляют непосредственное выделение патогенных и условно-патогенных бактерий - возбудителей внутрибольничных инфекций (стафилококков, синегнойной палочки и др.). При возникновении внутрибольничных инфекций стафилококковой этиологии проводят исследования, направленные на выявление источников и путей распространения инфекций: путем фаготипирования определяют идентичность стафилококков, выделенных из объектов окружающей среды, а также от больных и обслуживающего персонала. Нормативные показатели микробного числа и содержания Staphylococcus aureus,
Глава 2. Государственная социальная помощь, оказываемая в виде предоставления гражданам набора социальных услуг 10 страница
Стерилизация - это процесс уничтожения всех видов микробной флоры, в том числе их споровых форм, и вирусов с помощью физических или химических воздействий. Принято считать медицинское изделие стерильным, если вероятность его бионагрузки равна или менее 10 в степени -6. Стерилизации должны подвергаться медицинские изделия, контактирующие с кровью пациента, контактирующие с раневой поверхностью и соприкасающиеся со слизистой оболочкой и могущие вызвать нарушение ее целостности. Стерилизация -сложный процесс, для успешной реализации которого необходимы следующие требования:
Эффективная очистка;
Соответствующие упаковочные материалы;
Соблюдение правил упаковки медицинских изделий;
Соблюдение правил по загрузке стерилизатора упаковками с медицинскими изделиями;
Адекватное качество и количество стерилизуемого материала; соответствующая работа оборудования;
Соблюдение правил хранения, обращения и транспортировки простерилизованного материала.
Процесс стерилизации медицинских инструментов и изделий от момента окончания операции и до стерильного хранения или следующего применения включает в себя выполнение мероприятий в определенной последовательности. Все этапы должны быть строго соблюдены для обеспечения стерильности и длительного срока жизни инструментов. Схематично это можно представить следующим образом:
Отложить инструменты после использования Дезинфекция -> Механическая очистка инструмента -> Проверить на повреждения -> Промыть инструменты Сушка -> Упаковать в стерилизационную упаковку -> Стерилизация -> Стерильное хранение/применение. При применении стерилизационной упаковки (бумага, фольга или стерилизационные контейнеры) инструменты могут храниться в стерильном виде и позднее использоваться от 24 часов до 6 месяцев.
В лечебно-профилактических учреждениях применяется несколько форм организации стерилизации: децентрализованная, централизованная, осуществляемая в ЦСО, и смешанная. В амбулаторной стоматологической практике чаще применяется децентрализованная стерилизация (особенно в частных клиниках). Централизованная стерилизация характерна для районных стоматологических поликлиник и больших частных клиник. Децентрализованная стерилизация имеет ряд существенных недостатков, влияющих на ее эффективность. Предстерилизационная обработка изделий выполняется чаще всего вручную и при этом качество очистки изделий оказывается низким. Контроль за соблюдением технологии проведения стерилизации, правил упаковки, загрузки изделий в стерилизаторы и за эффективностью работы оборудования в условиях децентрализованной стерилизации затруднен. Все это приводит к снижению качества стерилизации. При применении централизованной формы стерилизации удается достичь более высоких результатов стерилизации за счет совершенствования существующих и внедрению новейших методов стерилизации (механизация мойки инструментов и медицинских изделий, облегчение работы среднего медицинского персонала и др.). В централизованном стерилизационном отделении выделяют: моечную, дезинфекционную, упаковочную и подразделение для стерилизации и раздельного хранения стерильных предметов. Температура воздуха во всех подразделениях должна быть от 18°С до 22°С, относительная влажность - 35-70%, направление потока воздуха - от чистых к относительно загрязненным зонам.
Методы стерилизации
Стерилизация осуществляется физическими методами: паровая, воздушная, гласперленовая (в среде нагретых стеклянных шариков), радиационная, с применением инфракрасного излучения, и химическими методами: растворы химических средств и газы (табл. 3). В последние годы применяется озоновая (стерилизатор С0-01-СПБ) и плазменная стерилизация (установка «Стеррад»), используются установки на основе окиси этилена, паров формальдегида. Выбор метода стерилизации изделий зависит от их устойчивости к методам стерилизационного воздействия.
Преимущества и недостатки различных методов стерилизации представлены в таблице.
Таблица.
Все изделия перед стерилизацией подвергаются предстерилизационной очистке .
При стерилизации физическими методами (паровым, воздушным) изделия, как правило, стерилизуют упакованными в упаковочные материалы, разрешенные в установленном порядке к промышленному выпуску и применению в России. При паровом методе могут применяться стерилизационные коробки без фильтров и с фильтром. При воздушном методе, а также при паровом и газовом методах допускается стерилизация инструментов в неупакованном виде.
Паровой метод стерилизации
Паровым методом стерилизуют медицинские изделия, детали приборов и аппаратов из коррозионностойких металлов, стекла, хирургическое белье, перевязочный и шовный материал, изделия из резины (катетеры, зонды, трубки), из латекса, пластмасс. При паровом методе стерилизующим средством является водяной насыщенный пар под избыточным давлением 0,05 МПа (0,5 кгс/см2) - 0,21 МПа (2,1 кгс/см2) (1,1-2,0 бар) температурой 110-134°С. Процесс стерилизации происходит в стерилизаторах (автоклавах). Полный цикл составляет от 5 до 180 минут (табл.). Согласно ГОСТ 17726-81, название данного класса устройств: «Стерилизатор паровой». Несмотря на то, что обработка паром достаточно эффективна, она не всегда может обеспечить стерилизацию инструмента. Причина этого состоит в том, что воздушные полости в стерилизуемых объектах могут послужить тепловым изолятором, как например, стоматологические турбинные наконечники. Для решения этой проблемы в автоклавах используется функция создания предварительного вакуума в импульсном режиме. Преимущества метода - короткий цикл, возможность стерилизации нетермостойких изделий, применение различных типов упаковки. Недостатком является высокая стоимость оборудования.
Таблица.
Воздушный метод стерилизации
Стерилизация при воздушном методе осуществляется сухим горячим воздухом температурой 160°, 180° и 200°С (табл.).
Таблица.
Воздушным методом стерилизуют медицинские изделия, детали приборов и аппаратов из коррозионностойких металлов, стекла с пометкой 200°С, изделия из силиконовой резины. Перед стерилизацией воздушным методом изделия подвергаются предстерилизационной очистке и обязательно высушиваются в сушильном шкафу при температуре 85°С до исчезновения видимой влаги. Полный цикл составляет до 150 минут. Преимущество стерилизации горячим воздухом по сравнению с паровым методом состоит в низкой себестоимости оборудования. Недостатками являются: длинный полный цикл стерилизации (не менее 30 мин), опасность повреждения инструментов высокими температурами, невозможность стерилизации тканей и пластмасс, только один контрольный параметр - температура, высокие энергозатраты.
Гласперленовая стерилизация
Гласперленовая стерилизация осуществляется в стерилизаторах, стерилизующим средством в которых является среда нагретых стеклянных шариков при рабочей температуре 190-330°С. При стерилизации сухие инструменты помещают в среду раскаленных стеклянных гранул на глубину более 15 мм. Этим методом могут быть простерилизованы только инструменты, размер которых не превышает 52 мм, они должны быть целиком погружены в камеру на 20-180 с в зависимости от размера. После стерилизации изделия используются сразу по назначению. Высокая рабочая температура и невозможность полного погружения инструментов в стерилизующую среду ограничивают возможность стерилизации широкого ассортимента медицинских изделий.
Стерилизация газовым методом
Для газового метода стерилизации применяют смесь окиси этилена и бромистого метила в весовом соотношении 1: 2,5 соответственно (ОБ), окись этилена, пары раствора формальдегида в этиловом спирте, озон. Стерилизацию смесью ОБ и окисью этилена осуществляют при температуре не менее 18°С, 35°С и 55°С, парами раствора формальдегида в этиловом спирте при температуре 80°С. Перед газовой стерилизацией изделия после предстерилизационной очистки подсушивают до исчезновения видимой влаги. Удаление влаги из полостей изделий производят с использованием централизованного вакуума, а при его отсутствии с помощью водоструйного насоса, подсоединенного к водопроводному крану. При стерилизации ОБ и окисью этилена удаляют воздух до давления 0,9 кгс/см2. При использовании портативного аппарата после окончания стерилизации его выдерживают в вытяжном шкафу на протяжении 5 часов.
Озоном, вырабатываемым в озоновом стерилизаторе С0-01 -СПБ, стерилизуют изделия простой конфигурации из коррозионностойких сталей и сплавов, в неупакованном виде при температуре не более 40°С. Цикл стерилизации (выход на режим, стерилизация, дезактивация) составляет 90 минут. После стерилизации инструменты используют по назначению сразу без дополнительного проветривания. Срок сохранения стерильности изделий 6 часов, при соблюдении правил асептики. При упаковке в стерильную двухслойную х/б ткань срок стерильности составляет 3 суток, а при содержании в камере с бактерицидными облучателями - 7 суток.
В России имеет регистрацию единственная установка - стерилизатор газовый компании «Мюнхенер Медицин Механик ГмбХ» с использованием паров формальдегида, рекомендованный для стерилизации проблемной техники.
Инфракрасное воздействие
Новые методы стерилизации нашли свое отражение в стерилизаторе инфракрасной стерилизации, предназначенном для стерилизационной обработки металлических медицинских инструментов в стоматологии, микрохирургии, офтальмологии и других областях медицины.
Высокая эффективность ИК-стерилизующего воздействия обеспечивает полное уничтожение всех исследованных микроорганизмов, в том числе таких как: S. epidermidis, S. aureus, S. sarina flava, Citrobacter diversus, Str. pneumonia, Bacillus cereus.
Быстрый, в течение 30 секунд, выход на режим 200±3°С, короткий цикл стерилизационной обработки - от 1 до 10 минут, в зависимости от выбранного режима, наряду с низкой энергоемкостью, несравнимы по эффективности ни с одним из применяемых до настоящего времени методов стерилизации. Стерилизатор ИК-стерилизации прост в эксплуатации, не требует специально обученных операторов, а сам метод относится к экологически чистым технологиям. В отличие от паровой, воздушной или гласперленовой стерилизации, при ИК-стерилизации отсутствует агрессивное воздействие стерилизующего агента (инфракрасного излучения) на режущий инструмент.
Ионизирующее излучение
Активно действующими агентами являются гамма-лучи. В ЛПУ ионизирующее излучение не используется для дезинфекции. Его используют для стерилизации изделий однократного применения при производстве в заводских условиях.
Данный метод применяют для стерилизации изделий, материалы которых не являются термоустойчивыми, и применение других официально рекомендуемых методов невозможно. Недостатком данного метода является то, что изделия нельзя стерилизовать в упаковке и по окончании стерилизации их необходимо промыть стерильной жидкостью (водой или 0,9% раствором натрия хлорида), что при нарушении правил асептики может привести к вторичному обсеменению микроорганизмами простерилизованных изделий. Для химических средств применяют стерильные емкости из стекла, термостойких пластмасс, выдерживающих стерилизацию паровым методом, металлов, покрытых эмалью. Температура растворов, за исключением специальных режимов применения перекиси водорода и средства Лизоформин 3000, должна быть не менее 20°С для альдегидсодержащих средств и не менее 18°С для остальных средств (табл.).
Таблица.
Химический метод стерилизации достаточно широко применяется для обработки «проблемной техники», например, для аппаратуры с волоконной оптикой, наркозной аппаратуры, кардиостимуляторов, стоматологического инструментария. Используются такие современные стерилизующие агенты, как глутаровый альдегид, производные ортофталевой и янтарной кислот, кислородосодержащие соединения и производные надуксусной кислоты в режиме экспресс-стерилизации и «Классической стерилизации». Перспективными считаются препараты, полученные на их основе - «Эригид форте», «Лизоформин-3000», «Сайдекс», «НУ Сайдекс», «Сайдекс ОПА», «Гигасепт», «Стераниос», «Секусепт актив», «Секусепт пульвер», «Аниоксид 1000», «Клиндезин форте», «Клиндезин окси», причем подводя экономическое обоснование использования этих препаратов, следует сделать вывод об их неравнозначности, которая определяется сроками использования рабочих растворов (например, из всех препаратов только «Эригид форте» имеет возможность использования рабочего раствора в течение 30 дней для «классической» стерилизации).
Разъемные изделия стерилизуют в разобранном виде. Во избежание нарушения концентрации стерилизационных растворов, погружаемые в них изделия должны быть сухими. Цикл обработки составляет 240-300 минут, что является существенным недостатком метода. Кроме того, недостатком является высокая стоимость дезинфектантов. Преимущество - нет специального оборудования. Промытые стерильные изделия после удаления жидкости из каналов и полостей используют сразу по назначению или после упаковки в двухслойную стерильную х/б бязь, помещают в стерильную коробку, выложенную стерильной простыней, на срок не более 3 суток.
Все работы по стерилизации изделий проводятся в асептических условиях в специальных помещениях, подготавливаемых как операционный блок (квар-цевание, генеральная уборка). Персонал использует стерильную спецодежду, перчатки, очки. Ополаскивание изделий проводится в 2-3 сменах стерильной воды, по 5 минут в каждой.
Контроль эффективности стерилизации
Контроль эффективности стерилизации осуществляется физическими, химическими и бактериологическими методами.
К физическим методам контроля относятся: измерение температуры, давления и времени применения стерилизации.
Для проведения химического контроля на протяжении десятилетий применялись химические вещества, имеющие температуру плавления, близкую к температуре стерилизации. Такими веществами были: бензойная кислота - для паровой стерилизации; сахароза, гидрохинон и некоторые другие -для контроля воздушной стерилизации. Если происходило расплавление и изменение цвета указанных веществ, то результат стерилизации признавался удовлетворительным. Поскольку применение вышеуказанных индикаторов является недостаточно достоверным, в настоящее время внедрены в практику контроля термических методов стерилизации химические индикаторы, цвет которых изменяется под воздействием температуры, адекватной для конкретного режима, для определенного времени, необходимого для реализации данного режима. По изменению окраски индикаторов судят об основных параметрах стерилизации - температуре и продолжительности стерилизации. С 2002 года в России введен в действие ГОСТ РИСО 11140-1 «Стерилизация медицинской продукции. Химические индикаторы. Общие требования», в котором химические индикаторы распределены на шесть классов:
К 1 классу отнесены индикаторы внешнего и внутреннего процесса, которые размещаются на наружной поверхности упаковки с медицинскими изделиями или внутри наборов инструментов и операционного белья. Изменение цвета индикатора указывает на то, что упаковка подверглась процессу стерилизации.
Ко 2 классу относят индикаторы, которые не контролируют параметры стерилизации, а предназначенные для применения в специальных тестах, например, на основании таких индикаторов оценивают эффективность работы вакуумного насоса и наличие воздуха в камере парового стерилизатора.
К 3 классу относятся индикаторы, при помощи которых определяется один параметр стерилизации, например, минимальная температура. Однако они не дают информации о времени воздействия температуры.
К 4 классу относят многопараметровые индикаторы, изменяющие цвет при воздействии нескольких параметров стерилизации. Примером таких индикаторов являются индикаторы паровой и воздушной стерилизации одноразового применения ИКПВС-«Медтест».
К 5 классу относят интегрирующие индикаторы, реагирующие на все критические параметры метода стерилизации.
К 6 классу относят индикаторы-эмуляторы. Индикаторы откалиброваны по параметрам режимов стерилизации, при которых они применяются. Эти индикаторы реагируют на все критические параметры метода стерилизации. Эмулирующие индикаторы являются наиболее современными. Они четко регистрируют качество стерилизации при правильном соотношении всех параметров - температуры, насыщенного пара, времени. При несоблюдении одного из критических параметров индикатр не срабатывает. Среди отечественных термовременных индикаторов используются индикаторы «ИС-120», «ИС-132», «ИС-160», «ИС-180» фирмы «Винар» или индикаторы паровой («ИКПС-120/45», «ИКПС-132/20») и воздушной («ИКПВС-180/60» и «ИКВС-160/150») стерилизации одноразового применения ИКВС фирмы «Медтест».
Основные правила использования индикаторов паровой и воздушной стерилизации одноразового применения ИКПВС-«Медтест»
Все операции с индикаторами - выемка, оценка результатов - осуществляются персоналом, проводящим стерилизацию.
Оценку и учет результатов контроля проводят, оценивая изменения цвета начального состояния термоиндикаторной метки каждого индикатора, сравнивая с цветовой меткой Эталона сравнения.
Если цвет конечного состояния термоиндикаторной метки всех индикаторов соответствует цветовой метке Эталона сравнения, это свидетельствует о соблюдении требуемых значений параметров режимов стерилизации в стерилизационной камере.
Допускаются различия в интенсивности глубины окраски термоиндикаторной метки индикаторов, обусловленные неравномерностью допустимых значений температуры в различных зонах стерилизационной камеры. Если термоиндикаторная метка хотя бы одного индикатора полностью или частично сохранила цвет, легко отличимый от цвета эталонного состояния, это свидетельствует о несоблюдении требуемых значений параметров режимов стерилизации в стерилизационной камере.
Индикаторы и Эталоны сравнения должны совпадать по номерам партий. Запрещается оценивать результаты контроля стерилизации, используя индикаторы разных партий.
Оценку соответствия изменения цвета термоиндикаторной метки в сравнении с Эталоном проводят при освещенности не менее 215 лк, что соответствует матовой лампе накаливания 40 Вт, с расстояния не более 25 см. Для проведения бактериологического контроля в настоящее время применяются биотесты, имеющие дозированное количество спор тест-культуры. Существующая методика позволяет оценивать эффективность стерилизации не ранее чем через 48 часов, что не позволяет применять уже простерилизованные изделия до получения результатов бактериологического контроля.
Биологический индикатор представляет собой препарат из патогенных споро-образующих микроорганизмов с известной высокой устойчивостью к данному типу стерилизационного процесса. Задачей биологических индикаторов является подтверждение способности стерилизационного процесса убивать устойчивые микробные споры. Это наиболее критичный и достоверный тест стерилизационного процесса. Применяются биологические индикаторы в качестве контроля загрузки: если результат положительный (микробный рост), то использовать данную загрузку нельзя и необходимо отозвать все предыдущие загрузки до последнего отрицательного результата. Для получения достоверного биологического ответа следует использовать только те биологические индикаторы, которые соответствуют международным стандартам ЕК 866 и ISO 11138/11135. При использовании биологических индикаторов возникают определенные трудности - необходимость наличия микробиологической лаборатории, обученного персонала, продолжительность инкубации многократно превышает длительность стерилизации, необходимость карантина (невозможность использования) простерилизованных изделий до получения результатов. Из-за указанных выше трудностей в применении биологического метода в амбулаторной стоматологической практике обычно используется физический и химический метод контроля эффективности стерилизации.
Стерилизация – это полное уничтожение микроорганизмов, их вегетативных форм с медицинского инструментария и предметов медицинского назначения.
Стерилизации подлежат все предметы, контактировавшие с раневой поверхностью, загрязненные кровью или инъекционными формами лекарственных препаратов, а также инструменты, которые при использовании могут повредить целостность слизистых оболочек.
Воздушный метод стерилизации (в сухожаровом шкафу) рекомендуется применять для сухих изделий из металла, стекла и силиконовой резины. Стерилизацию проводят в упаковке из бумаги мешочной непропитанной, бумаги мешочной влагопрочной, бумаги для упаковывания продукции на автоматах марки Е и крафт-бумаге или без упаковки (в открытых емкостях).
В соответствии с ОСТ 42-21-2-85 выделяют два режима стерилизации: 60 минут при 180°С и 150 минут при 160°С. При стерилизации в сухожаровом шкафу необходимо соблюдать несколько правил.
1. Изделия, подлежащие стерилизации, загружают в шкаф в количестве, допускающем свободную подачу горячего воздуха к стерилизуемому предмету.
2. Горячий воздух должен равномерно распределяться в стерилизационной камере.
3. Большие предметы следует класть на верхнюю металлическую решетку, чтобы они не препятствовали потоку горячего воздуха.
4. Стерилизуемые изделия необходимо укладывать горизонтально, поперек пазов кассет, полок, равномерно их распределяя.
5. Недопустимо загружать стерилизатор навалом. Не допускается перекрывать продувочные окна и решетку вентилятора.
6. Для контроля уровня температуры в шкаф ставит флакон с сахарозой: при температуре 180 °С за 60 минут она должна превратиться из белого кристаллического порошка в темно-коричневую массу. Можно использовать термоиндикаторную ленту, которая изменяет свою окраску.
После стерилизации в открытой емкости медицинский инструментарий не хранится, а используется сразу. Шприцы в разобранном виде и две иглы укладывают в крафт-пакеты из пергамента или влагопрочной бумаги. Свободный конец пакета дважды подворачивают и заклеивают. На пакете указывают вместимость шприца и дату стерилизации. Стерильность в крафт-пакетах сохраняется в течение 3 суток.
Паровой метод стерилизации.
При паровом методе (автоклавировании) стерилизация осуществляется увлажненным воздухом (паром) при повышенном давлении в специальных паровых стерилизаторах (автоклавах). В соответствии с ОСТ 42-21-2-85 выделяют два режима стерилизации:
1) 2 атм - 132 °С - 20 мин - рекомендуется для изделий из коррозионно-стойкого металла, стекла, текстильных материалов;
2) 1,1 атм - 120°С - 45 мин - рекомендуется для изделий из резины (катетеры, зонды, перчатки), латекса и некоторых полимерных материалов (полиэтилен высокой плотности, поливинил-хлорид).
Резиновые перчатки перед стерилизацией пересыпают тальком для предупреждения их склеивания. Между перчатками прокладывают марлю и каждую пару заворачивают отдельно. Простерилизованные материалы хранят в крафт-пакетах, двухслойной бязевой упаковке или стерилизационных коробках с фильтром (биксах) не более 3 суток.
Материал укладывают в бикс при стерилизации паром под давлением и хранении после стерилизации перевязочного материала, белья, шприцев или резиновых изделий (перчаток, систем для переливания инфузионных растворов). Нельзя подвергать стерилизации паром под давлением режушие инструменты, приборы с оптической системой.
Закладка в бикс осуществляется в определенной последовательности.
1. Отодвигают бандаж, открывают боковые отверстия бикса.
2. Протирают поверхность бикса изнутри и снаружи салфеткой, смоченной 0,5 % раствором аммиака.
3. Выстилают дно и стенки бикса пеленкой.
4. Необходимый материал укладывают рыхло в определенном порядке: в вертикальном положении, послойно или секторально.
5. В середину бикса кладут флакон с небольшим количеством бензойной кислоты или другого индикатора для контроля стерильности.
6. Углами пеленки закрывают содержимое бикса, сверху кладут еше один флакон с индикатором, несколько марлевых салфеток.
7. Плотно закрывают крышку бикса и привязывают к его ручке бирку из клеенки, на которой указывают номер отделения, количество и наименование предметов, находящихся в биксе.
8. Мосле стерилизации боковые отверстия бикса закрывают.
При получении бикса обращают внимание на его принадлежность, дату стерилизации и температуру. Стерильные биксы хранят в чехлах. Неоткрытый бикс без фильтра стерилен в течение 3 суток. Если бикс открывают для изъятия части материала, то оставленный материал считается относительно стерильным в течение рабочей смены. Следует помнить, что в биксе со стерильным материалом боковые отверстия должны быть закрыты, а с нестерильным - открыты.
Качество автоклавирования проверяют с помощью бензойной кислоты. В автоклав помещают флакон с кристаллами бензойной кислоты, которая плавится при температуре 132 °С и давлении 2 атм за 20 мин. Можно использовать термоиндикаторную ленту, которая при данном режиме меняет окраску.
Химический метод стерилизации
(применение химических препаратов-дезинфектантов и антисептиков). Этот метод используют для изделий из полимерных материалов, резины, стекла, металлов. Стерилизация проводится в закрытых емкостях из стекла, пластмассы или покрытых эмалью (эмаль должна быть без повреждений) при полном погружении изделия в раствор. После этого изделие промывают стерильной водой. Простерилизованное изделие хранится в стерильной емкости (стерилизапионной коробке), выложенной стерильной простыней, в течение 3 суток. Для химической стерилизации в соответствии с ОСТ 42-21-2-85 применяют следующие режимы:
1) 6% раствор перекиси водорода:
при 18 о С в течение 360 мин;
50 °С в течение 180 мин;
2) 1 % раствор дезоксона-1 при 18 °С в течение 45 мин.
Необходимо соблюдать правила химической стерилизации.
1. Температура растворов в процессе стерилизации не поддерживается.
2. Раствор перекиси водорода можно использовать в течение 7 суток со дня приготовления при условии хранения в закрытой емкости в темном месте. Далее раствор можно применять только
при условии контроля содержания активно действующих веществ.
3. Раствор дезоксона-1 можно использовать в течение 1 сут.
4. Стерилизующие растворы применяют однократно.
В качестве модификации химического метода стерилизации применяются способы обработки изделий медицинского назначения газами или парами химических соединений.
В соответствии с ОСТ 42-21-2-85 предусмотрены три метода химической (газовой) стерилизации.
Смесь ОБ (окись этилена с бромистым метилом в соотношении 1,0: 2,5). Метод пригоден для стерилизации изделий из полимерных материалов, резины, стекла, металла, кардиостимуляторов,
медицинской оптики.
Стерилизация проводится в газовом стерилизаторе, микроанаэростате МИ. Изделия после предстерилизационной обработки подсушивают при комнатной температуре или температуре 35°С до исчезновения видимой влаги, после чего упаковывают в разобранном виде. Их стерилизуют в упаковке из двух слоев полиэтиленовой пленки толщиной 0,06 - 0,20 мм, пергаменте, бумаге мешочной непропитанной, бумаге мешочной влагопрочной, бумаге
для упаковывания продукции на автоматах марки Е при 55 °С в течение 240 - 360 мин. Срок хранения изделий, простерилизованных в упаковке из полиэтиленовой пленки, составляет 5 лет,
в пергаменте или бумаге - 20 сут.
Стерилизация смесью паров воды и формальдегида.
Проводится в специальных стационарных формалиновых стерилизаторах. Метод пригоден для изделий из резины, полимерных материалов, металла и стекла. Стерилизацию проводят в упаковке из полиэтилена толщиной 0,06 - 0,20 мм, пергамента или крафт-бумаги.
В качестве стерилизующего агента применяется раствор формалина (по формальдегиду). Режим стерилизации - 300 мин при 75 °С.
Для нейтрализации формальдегида используют 23 - 25 % водный раствор аммиака. Срок хранения изделий, простерилизованных в упаковке из полиэтиленовой пленки, составляет 5 лет, из пергамента или крафт-бумаги - 21 сут.
Формальдегид из параформальдегида. Стерилизация проводится в камерах из оргстекла (соотношение площади пола камеры к ее объему 1: 20), которые имеют перфорированную полку с отверстиями диаметром 0,6 - 0,7 см (одно отверстие на 1 см 2). Слой параформальдегида толщиной 1 см равномерно распределяют по дну камеры. Полку устанавливают на уровне 2 см от поверхности. Метод рекомендуется применять для цельнометаллических режущих инструментов из нержавеющей стали.
Стерилизацию проводят без упаковки, размещая изделия на перфорированной полке не более чем в два слоя во взаимно перпендикулярных направлениях.
Применяют два режима стерилизации: 300 мин при 22 °С или 360 мин при 14 о С. Срок хранения простерилизованных изделий в стерильной емкости (стерилизационной коробке), выложенной стерильной простыней, составляет 3 сут.
Радиационный, лучевой метод стерилизации (применение ионизирующего излучения). Для стерилизации твердых предметов, портящихся при нагревании (некоторые пластмассы, электронная аппаратура и др.), может быть использована так называемая лучевая или радиационная стерилизация (обычно используют ионизирующее у-излучение в дозах 3-10 млн рад). Этот метод стерилизации обычно применяется в заводских условиях при промышленном выпуске стерильных изделий медицинского назначения (например, одноразовых шприцев).
Стерилизация – (от лат. Обеспложивание) – это полное уничтожение м/о и их спор путем воздействия как физических факторов, так и химических препаратов. Стерилизация проводится после дезинфекции ПСО и контроля качества ПСО. Стерилизация является важнейшим звеном, последним барьером профилактики ВБИ в ЛПУ. Она защищает пациента от любой инфекции.
Документы, регламентирующие способы стерилизации.
Необходимо помнить, что для проведения стерилизации, необходимо знать и уметь применять законы, инструкции, правила и др. инструктивно-методические документы в области инфекционной безопасности. В настоящее время действует отраслевой стандарт (ост. 42-21-8-85, определяющий методы, средства и режимы стерилизации и дезинфекции изделий мед.назначения, который дополнен приказом №408 «Методическими указаниями по дезинфекции, ПСО и стерилизации, предметов медицинского назначения», утвержденный МЗ России 30 декабря 1998г. №МУ-287-113. Эти документы являются обязательными и определяющими для всех ЛПУ и дают возможность широкого выбора средств и методов наиболее подходящих в условиях данного ЛПУ. Стерилизации подвергаются все изделия, соприкасающиеся с раневой поверхностью, контактирующие с кровью или инъекционными препаратами и отдельные виды мед.инструментов, которые в процессе эксплуатации соприкасаются со слизистыми оболочками могут вызвать их повреждения. «Стерильность» - состояние медицинского изделия, когда оно не содержит жизнеспособных м/о.
Методы стерилизации различают:
- физический (термический): паровой, воздушный, гласперленовый;
- химический : газовый, химические препараты, радиационный;
- плазменный и озоновый (группа химических веществ).
Выбор того или иного метода стерилизации зависит от свойств объекта и самого метода - его достоинств и недостатков. Изделия в упаковке стерилизуют при децентрализованной или централизованной системах, а так же на промышленных предприятиях, выпускающих ИМН однократного применения. Изделия без упаковки стерилизуют только при децентрализованной системе ЛПУ. Паровой и воздушный методы стерилизации – самые распространенные в ЛПУ.
Стерилизаторы: паровой, воздушный, газовый.
Паровой метод:
Надежный нетоксичный, недорогой, обеспечивает стерильность не только поверхности, но и всего изделия. Его осуществляют при сравнительно невысокой температуре, он обладает щадящим действием на обрабатываемый материал, позволяя стерилизовать изделия в упаковке, благодаря чему предупреждается опасность повторного обсеменения м/о.
Стерилизующий агент при этом методе – водяной насыщенный пар под избыточным давлением.
Режимы стерилизации:
1-й режим (основной) – t 132 0 , 2 атм., 20` - предназначен для изделий из бязи, марли, стекла, включая шприцы с пометкой «200 0 С», изделий из коррозийно-стойкого металла.
2-й режим (щадящий) – t 120 0 , 1,1 атм., 45` - рекомендуется для изделий из тонкой резины, латекса, полиэтилен высокой плотности.
3-й режим - t 134 0 , 2 атм., 5`.
Условия проведения стерилизации: все изделия, стерилизуемые паром под давлением, предварительно помещают упаковку – стерилизационные коробки (биксы или контейнеры). С фильтром или без фильтров, крафт-пакеты и др. упаковку, предназначенную для паровой стерилизации.
Сроки хранения стерилизации изделий зависит от упаковки:
Изделия, простерилизованные в стерилизационных коробках без фильтра (КС) – 3 суток (72 часа);
В стерилизационных коробках с фильтром (КФ) – до 20 суток, при условии ежемесячной смены фильтров;
В двойной мягкой упаковке из хлопчатобумажной ткани, крафт-бумаги – 3 сут. (72 часа).
Недостатки метода:
Вызывает коррозию инструментов из нестойких металлов;
Превращаясь в конденсат, увлажняет стерилизуемые изделия, тем самым улучшая условия хранения и увеличивая опасность повторного обсеменения м/о.
Воздушный метод.
Стерилизующий агент – сухой горячий воздух. Отличительная особенность метода – не происходит увлажнения упаковки и изделий, и связанного с этим уменьшения срока стерильности, а так же коррозии металлов.
Режимы стерилизации:
1-й режим (основной) - t 180 0 – 60 мин. – предназначен для стерилизации изделий из стекла, включая шприцы с пометкой «200 0 С», изделий из металла, в том числе и коррозийно-стойких металлов.
2-й режим (щадящий) - t 160 0 – 150 мин. – предназначен для стерилизации изделий из силиконовой резины, а так же деталей некоторых аппаратов и приборов.
Условия проведения стерилизации: изделия стерилизуются без упаковки на сетках с упакованными в бумагу упаковочную, соответствующую требованиям действующего отраслевого стандарта.
Недостатки метода: медленное и неравномерное прогревание стерилизуемых изделий; необходимость использования более высоких температур; невозможность использования для стерилизации изделий из резины, полимеров; неосуществимость использовать все имеющие упаковочные материалы.
Примечания: стерилизации подвергают сухие изделия; изделия, простерилизованные в крафт-пакете, упаковке без бумаги мешочной влагопрочной, хранят – 3 сут. (72 часа); в 2-слойной упаковке из бумаги крепированной для мед. целей – до 20 суток; изделия, простерилизованные без упаковки, должны быть использованы непосредственно после стерилизации в течении рабочей смены (6 часов) в асептических условиях.
Гласперленовый метод. Стерилизуют цельнометаллические стоматологические, косметологические инструменты, погружая в среду стеклянных шариков, нагретых до 190-250 0 .
Время обработки указано в инструкции по эксплуатации конкретного стерилизатора.
